I MUTANTI DELLO SVILUPPO NELL’ORZO

 di LAURA ROSSINI

Figura 1 - Fenotipi di mutanti seminani utilizzati nel breeding dell’orzo [Fonti: A (Wendt et al., 2016), B (Dockter and Hansson, 2015), C (Chono et al., 2003)]. 

Riassunto

L’orzo è una delle prime piante domesticate dall’uomo e un importante sistema modello per studi di genetica dei cereali. Nell’ambito della ricca diversità genetica di questa specie, i mutanti dello sviluppo hanno ricevuto particolare attenzione, permettendo di chiarire alcuni aspetti fondamentali dei processi di domesticazione e della morfogenesi degli organi vegetativi e riproduttivi. 

Summary 

Barley development: mutants Barley is one of the first plants domesticated by humans and an important model system for genetic studies in cereals. Within the rich genetic diversity of this species, developmental mutants have received particular attention, allowing to clarify some fundamental aspects of domestication processes as well morphogenesis of vegetative and reproductive organs. 

PREMESSA

Insieme a frumento, riso e mais, l’orzo è uno dei principali cereali in termini di produzione e l’Unione Europea nel suo complesso contribuisce con oltre il 40% del raccolto globale. Una peculiarità di questa coltura sono le sue molteplici destinazioni d’uso (Meints et al., 2016): circa il 75% è utilizzato per l’alimentazione zootecnica, mentre una quota importante (circa il 20%) è destinata alla maltazione specialmente per la produzione di birra - una delle bevande alcoliche più antiche, già apprezzata dagli antichi Egizi. Oggi solo una piccola proporzione della granella è utilizzata per l’alimentazione umana, sebbene in passato l’orzo sia stato importante da questo punto di vista. Testimonianze del consumo di orzo nella Roma antica si riscontrano in riferimenti ai gladiatori come hordearii (Meints et al., 2016). 

Negli ultimi anni la paglia ha cominciato ad attrarre una certa attenzione come feedstock per la produzione di biocarburanti e di materiali a base di fibre vegetali. L’orzo è una delle colture fondatrici dell’agricoltura neolitica (Ullrich, 2011): in seguito alla domesticazione, dalla Mezzaluna Fertile si è diffuso a Est nel continente asiatico e a Ovest nel bacino del Mediterraneo per poi raggiungere il Nord Europa. Oggi è coltivato in tutti i continenti eccetto l’Antartide, dalle regioni boreali al nord Africa, dagli altopiani dell’Etiopia e del Tibet all’Australia (Langridge, 2018). A questa diffusione geografica è associata una ricchissima diversità genetica (Bustos-Korts et al., 2019), rappresentata in ampie collezioni di linee selvatiche, landraces, cultivar e mutanti, custodite nelle banche di germoplasma (Mascher et al., 2019). 

Alcune mutazioni spontanee hanno rivestito un ruolo fondamentale nella domesticazione dell’orzo: il rachide coriaceo, carattere recessivo rispetto al rachide fragile del progenitore selvatico (Pourkheirandish et al., 2015); la spiga esastica, una mutazione insorta dall’allele ancestrale che conferisce la spiga distica (Komatsuda et al., 2007); la cariosside nuda, fenotipo recessivo rispetto alla forma “vestita” (Taketa et al., 2008). Il repertorio di mutazioni dell’orzo si è in seguito arricchito con l’avvento dei metodi di mutagenesi indotta a partire dai pionieristici esperimenti di Lewis Stadler (Stadler, 1928). Uno dei più ambiziosi programmi di mutagenesi è stato sviluppato a Svalof su iniziativa di Åke Gustafsson e Herman NilssonEhle, inizialmente mediante l’utilizzo di mutageni fisici e successivamente sperimentando anche con mutageni chimici (Lundqvist, 2014). Con l’importante contributo della genetista Udda Lundqvist, i mutanti sono stati classificati in categorie fenotipiche e assegnati a specifici loci mediante test di complementazione. Fra le migliaia di mutanti collezionati, particolare attenzione è stata dedicata ai caratteri fenologici e morfologici quali la maturità precoce, il portamento eretto, la taglia ridotta, l’architettura della spiga e delle brattee fiorali. Alcuni di questi mutanti trovano applicazione anche nel breeding (Lundqvist, 2014).

LA RESISTENZA ALL’ALLETTAMENTO 

Con la Rivoluzione Verde diventa prioritaria la resistenza all’allettamento mediante l’introduzione di mutanti seminani in diversi cereali. Esempi importanti in orzo (Fig. 1) sono sdw1, una mutazione recessiva in un gene per la biosintesi delle gibberelline (Dockter and Hansson, 2015), e uzu, una mutazione del recettore dei brassinosteroidi diffusa soprattutto in Corea e in Giappone (Chono et al., 2003).Un altro esempio è il mutante ari.e che conferisce la bassa statura a Golden Promise, una cultivar che ha avuto una notevole diffusione in Scozia ed è oggi comunemente per la trasformazione (Wendt et al., 2016).

LA GENETICA DELLO SVILUPPO

Con il suo genoma diploide (2n=14), l’orzo rappresenta anche un modello di studio ideale rispetto ad altre Triticeae più complesse dal punto di vista genetico, come i frumenti poliploidi. I mutanti diventano così il fondamento per i primi studi di genetica dello sviluppo: il gruppo diretto da Francesco Salamini presso l’istituto Max Planck di Colonia si concentra sulle conversioni omeotiche presenti nei mutanti per sviluppare un’interpretazione unitaria dell’architettura della pianta e della spiga in relazione al concetto di fitomero (Bossinger et al., 1992). Un esempio interessante è leafy lemma, un mutante identificato da Michele Stanca, in cui il complesso lemma-resta è convertito in una struttura di tipo fogliare, suggerendo l’omologia della lemma alla guaina fogliare e della resta alla lamina (Pozzi et al., 2000) (Fig. 2). In parallelo la comunità scientifica dell’orzo comincia a sviluppare i primi strumenti molecolari per la costruzione di mappe genetiche per arrivare infine al sequenziamento del genoma (Mascher et al., 2017; Monat et al., 2019) allo studio del pangenoma (Jayakodi et al., 2020) e agli strumenti per sequenziare la regione codificante (Mascher et al., 2013). Il primo mutante dello sviluppo clonato in orzo è Hooded (Fig. 2), in cui alla resta si sostituisce una spighetta ectopica a polarità invertita alla sommità della lemma (Müller et al., 1995).

Figura 2 - a) Fenotipo della spiga wild-type (k) e del mutante Hooded (K). b) Fenotipo del complesso lemma-resta nel wild-type (a) e nel mutante leafy-lemma (b). Fonte: Pozzi et al., 2000.

Questo particolare fenotipo deriva da una duplicazione in tandem all’interno di un introne del gene homebox Bkn3: ulteriori studi hanno permesso di identificare diversi fattori di trascrizione che legano questa sequenza intronica e regolano l’espressione del gene homeobox (Santi et al., 2003; Osnato et al., 2010; Kuijt et al., 2014). Grazie alla disponibilità di efficienti strumenti di genotipizzazione, centinaia di altri mutanti sono stati mappati (Druka et al., 2011) e in alcuni casi clonati. Ad esempio SIXROWED SPIKE1 (VRS1) è risultato codificare per un altro fattore di trascrizione homeobox, espresso specificamente nelle spighette laterali di cui sopprime lo sviluppo (Komatsuda et al., 2007): mutanti in cui questo gene è difettivo sviluppano anche le spighette laterali con il risultato di ottenere una spiga esastica. Successivamente, altri geni coinvolti nella regolazione dello sviluppo delle spighette sono stati identificati fornendo una visione abbastanza precisa delle interazioni genetiche e molecolari che determinano il numero di ranghi nel seme (Ramsay et al., 2011; Koppolu et al., 2013; Bull et al., 2017) (de Souza Moraes et al., 2022). 

In riferimento all’architettura della spiga, lo studio di mutazioni in geni ortologhi che causano la ramificazione della spiga in orzo e frumento, oltre che in riso e mais, ha dimostrato l’esistenza di un comune meccanismo di soppressione della ramificazione della spiga in tutte queste Poacee (Poursarebani et al., 2015). I mutanti dell’orzo hanno anche offerto la possibilità di studiare i meccanismi genetici e molecolari dell’accestimento (Babb and Muehlbauer, 2003; Dabbert et al., 2010; Okagaki et al., 2013; Hussien et al., 2014b; Shaaf et al., 2019) (Fig. 3). Un esempio è Uniculme4 che producendo uno o due culmi si avvicina al modello di una pianta “uniculmo” come ideotipo per favorire l’uniformità della maturazione e la raccolta meccanizzata (Donald, 1968). Il gene corrispondente codifica per un fattore trascrizionale di tipo BLADE-ONPETIOLE che controlla sia l’accestimento sia lo sviluppo prossimo-distale della foglia (Tavakol et al., 2015).

LE COLLEZIONI TILLING 

Alle collezioni classiche di mutanti, negli ultimi anni si sono aggiunte diverse nuove collezioni TILLING ottenute per mutagenesi chimica (Talamè et al., 2008; Kurowska et al., 2011; Szurman-Zubrzycka et al., 2018). Queste popolazioni sono idonee a screening sia di genetica diretta alla ricerca di fenotipi mutanti desiderati, sia di genetica inversa per identificare mutazioni in una sequenza di interesse e valutarne gli effetti fenotipici. Un esempio del secondo approccio è stato l’uso della popolazione HorTILLUS per l’identificazione di un mutante nel recettore degli strigolattoni, una classe di ormoni vegetali che gioca un ruolo importante nell’architettura della pianta e nella risposta a diversi fattori ambientali (Marzec et al., 2016). La stessa popolazione è stata anche utilizzata per l’identificazione mediante genetica diretta di mutanti con portamento eretto (Mohammadi Aghdam et al., 2022), attualmente oggetto di studio nel nostro gruppo di ricerca. Un’altra risorsa interessante è la collezione TILLMore sviluppata dall’Università di Bologna (Talamè et al., 2008): l’identificazione di numerosi mutanti dell’architettura e dello sviluppo delle radici offre un punto di partenza per l’indagine dei meccanismi molecolari che presiedono alla morfogenesi della porzione ipogea della pianta, come esemplificato dalle recenti pubblicazioni riguardanti i geni responsabili di due mutanti caratterizzati da alterazioni della risposta gravitropica (Kirschner et al., 2021; Fusi et al., 2022).

Figura 3. Esempi di mutanti di orzo con aumentato e ridotto accestimento, a confronto con il wild-type (wt). Fonte (Hussien et al., 2014a).

CONCLUSIONE

In conclusione, nell’ultimo secolo i mutanti sono stati fondamentali per studi di genetica nell’orzo e i nuovi strumenti genomici stanno accelerando la valorizzazione di queste risorse. L’attenzione adesso deve spostarsi dall’analisi del singolo gene alla comprensione dei network genetici e molecolari che plasmano l’architettura e lo sviluppo della pianta e le loro interazioni con i fattori esterni. Le conoscenze risultanti saranno fondamentali per il breeding di nuovi ideotipi per un’agricoltura più sostenibile e adattata alle condizioni future.

BIBLIOGRAFIA 

Babb S, Muehlbauer GJ (2003) Genetic and morphological characterization of the barley uniculm2 (cul2) mutant. Theor Appl Genet 106: 846–857

 

Bossinger G, Rohde W, Lundqvist U, Salamini F (1992) Genetics of barley development: mutant phenotypes and molecular aspects. In P Shewry, ed, Barley Genet. Biochem. Mol. Biol. Biotechnol. CAB International, pp 231–264 

Bull H, Casao MC, Zwirek M, Flavell AJ, Thomas WTB, Guo W, Zhang R, Rapazote-Flores P, Kyriakidis S, Russell J, et al (2017) Barley SIX-ROWED SPIKE3 encodes a putative Jumonji C-type H3K9me2/me3 demethylase that represses lateral spikelet fertility. Nat Commun 8: 1–9 

Bustos-Korts D, Dawson IK, Russell J, Tondelli A, Guerra D, Ferrandi C, Strozzi F, Nicolazzi EL, Molnar-Lang M, Ozkan H, et al (2019) Exome sequences and multi-environment field trials elucidate the genetic basis of adaptation in barley. Plant J 1172–1191 

Chono M, Honda I, Zeniya H, Yoneyama K, Saisho D, Takeda K, Takatsuto S, Hoshino T, Watanabe Y (2003) A Semidwarf Phenotype of Barley uzu Results from a Nucleotide Substitution in the Gene Encoding a Putative Brassinosteroid Receptor. Plant Physiol 133: 1209–1219 

Dabbert T, Okagaki RJ, Cho S, Heinen S, Boddu J, Muehlbauer GJ (2010) The genetics of barley low-tillering mutants: low number of tillers-1 (lnt1). Theor Appl Genet 121: 705–715 

Dockter C, Hansson M (2015) Improving barley culm robustness for secured crop yield in a changing climate. J Exp Bot 66: 3499–3509 

Donald CM (1968) The breeding of crop ideotypes. Euphytica 17: 385–403 

Druka A, Franckowiak J, Lundqvist U, Bonar N, Alexander J, Houston K, Radovic S, Shahinnia F, Vendramin V, Morgante M, et al (2011) Genetic dissection of barley morphology and development. Plant Physiol 155: 617–627

Fusi R, Rosignoli S, Lou H, Sangiorgi G, Bovina R, Pattem JK, Borkar AN, Lombardi M, Forestan C, Milner SG, et al (2022) Root angle is controlled by EGT1 in cereal crops employing an antigravitropic mechanism. Proc Natl Acad Sci U S A 119: 1–10 

Hussien A, Tavakol E, Horner DS, Muñoz-Amatriaín M, Muehlbauer GJ, Rossini L (2014a) Genetics of tillering in rice and barley. Plant Genome. doi: 10.3835/plantgenome2013.10.0032 

Hussien A, Tavakol E, Horner DS, Muñoz-Amatriaín M, Muehlbauer GJ, Rossini L (2014b) Genetics of Tillering in Rice and Barley. Plant Genome. doi: 10.3835/plantgenome2013.10.0032 

Jayakodi M, Padmarasu S, Haberer G, Bonthala VS, Gundlach H, Monat C, Lux T, Kamal N, Lang D, Himmelbach A, et al (2020) The barley pan-genome reveals the hidden legacy of mutation breeding. Nature 588: 284–289 

Kirschner GK, Rosignoli S, Guo L, Vardanega I, Imani J, Altmüller J, Milner SG, Balzano R, Nagel KA, Pflugfelder D, et al (2021) ENHANCED GRAVITROPISM 2 encodes a STERILE ALPHA MOTIFcontaining protein that controls root growth angle in barley and wheat. Proc Natl Acad Sci U S A 118: 1–10 

Komatsuda T, Pourkheirandish M, He C, Azhaguvel P, Kanamori K, Perovic D, Stein N, Graner A, Wicker T, Tagiri A, et al (2007) Six-rowed barley originated from a mutation in a homeodomainleucine zipper I-class homeobox gene. Proc Natl Acad Sci U S A 104: 1424–1429 

Koppolu R, Anwar N, Sakuma S, Tagiri A, Lundqvist U, Pourkheirandish M, Rutten T, Seiler C, Himmelbach A, Ariyadasa R, et al (2013) Six-rowed spike4 (Vrs4) controls spikelet determinacy and row-type in barley. Proc Natl Acad Sci U S A 110: 13198–203 

Kuijt SJH, Greco R, Agalou A, Shao J, ‘t Hoen CCJ, Övernäs E, Osnato M, Curiale S, Meynard D, van Gulik R, et al (2014) Interaction between the growth-regulating factor and knotted1-like homeobox Families of Transcription Factors. Plant Physiol. doi: 10.1104/pp.113.222836 

Kurowska M, Daszkowska-Golec A, Gruszka D, Marzec M, Szurman M, Szarejko I, Maluszynski M (2011) TILLING: a shortcut in functional genomics. J Appl Genet 52: 371–90 Langridge P (2018) Economic and Academic Importance of Barley. The Barley Genome. Springer, pp 1–10 

Lundqvist U (2014) Scandinavian mutation research in barley - a historical review. Hereditas 151: 123–131 

Marzec M, Gruszka D, Tylec P, Szarejko I (2016) Identification and functional analysis of the HvD14 gene involved in strigolactone signaling in Hordeum vulgare. Physiol Plant 158: 341–355 

Mascher M, Gundlach H, Himmelbach A, Beier S, Twardziok SO, Wicker T, Radchuk V, Dockter C, Hedley PE, Russell J, et al (2017) A chromosome conformation capture ordered sequence of the barley genome. Nature 544: 427–433

Mascher M, Richmond T a, Gerhardt DJ, Himmelbach A, Clissold L, Sampath D, Ayling S, Steuernagel B, Pfeifer M, D’Ascenzo M, et al (2013) Barley whole exome capture: a tool for genomic research in the genus Hordeum and beyond. Plant J. doi: 10.1111/tpj.12294 

Mascher M, Schreiber M, Scholz U, Graner A, Reif JC, Stein N (2019) Genebank genomics bridges the gap between the conservation of crop diversity and plant breeding. Nat Genet 51: 1076– 1081 

Meints B, Cuesta-Marcos A, Fisk S, Ross A, Hayes P (2016) Food Barley Quality Improvement and Germplasm Utilization. In Guoping Zhang & Chengdao Li, ed, Explor. Identif. Util. Barley Germplasm. Zhejiang University Press Co., Ltd. Published by Elsevier Inc, pp 41–73 

Mohammadi Aghdam S, Abdollahi Mandoulakani B, Rossini L, Janiak A, Shaaf S (2022) Identification of novel plant architecture mutants in barley. Cereal Res Commun 50: 179–189 

Monat C, Padmarasu S, Lux T, Wicker T, Gundlach H, Himmelbach A, Ens J, Li C, Muehlbauer G, Schulman A, et al (2019) TRITEX: chromosome-scale sequence assembly of Triticeae genomes with open-source tools. bioRxiv 2: 631648 

Müller KJ, Romano N, Gerstner O, Garcia-Marotot F, Pozzi C, Salamini F, Rohde W (1995) The barley Hooded mutation caused by a duplication in a homeobox gene intron. Nature 374: 727– 730 

Okagaki RJ, Cho S, Kruger WM, Xu WW, Heinen S, Muehlbauer GJ (2013) The barley UNICULM2 gene resides in a centromeric region and may be associated with signaling and stress responses. Funct Integr Genomics 13: 33–41 

Osnato M, Stile MR, Wang Y, Meynard D, Curiale S, Guiderdoni E, Liu Y, Horner DS, Ouwerkerk PBF, Pozzi C, et al (2010) Cross talk between the KNOX and ethylene pathways is mediated by intronbinding transcription factors in Barley. Plant Physiol. doi: 10.1104/pp.110.161984 

Pourkheirandish M, Hensel G, Kilian B, Senthil N, Chen G, Sameri M, Azhaguvel P, Sakuma S, Dhanagond S, Sharma R, et al (2015) Evolution of the Grain Dispersal System in Barley. Cell 162: 527–539 

Poursarebani N, Seidensticker T, Koppolu R, Trautewig C, Gawronski P, Bini F, Govind G, Rutten T, Sakuma S, Tagiri A, et al (2015) The Genetic Basis of Composite Spike Form in Barley and “Miracle-Wheat.” Genetics. doi: 10.1534/genetics.115.176628 

Pozzi C, Faccioli P, Terzi V, Stanca AM, Cerioli S, Castiglioni P, Fink R, Capone R, Müller KJ, Bossinger G, et al (2000) Genetics of mutations affecting the development of a barley floral bract. Genetics 154: 1335–1346 

Ramsay L, Comadran J, Druka A, Marshall DF, Thomas WTB, Macaulay M, MacKenzie K, Simpson C, Fuller J, Bonar N, et al (2011) INTERMEDIUM-C, a modifier of lateral spikelet fertility in barley, is an ortholog of the maize domestication gene TEOSINTE BRANCHED 1. Nat Genet 43: 169–172 

Santi L, Wang Y, Stile MR, Berendzen K, Wanke D, Roig C, Pozzi C, Müller K, Müller J, Rohde W, et al (2003) The GA octodinucleotide repeat binding factor BBR participates in the transcriptional regulation of the homeobox gene Bkn3. Plant J 34: 813–826 

Shaaf S, Bretani G, Biswas A, Fontana IM, Rossini L (2019) Genetics of barley tiller and leaf development. J Integr Plant Biol 61: 226–256 

de Souza Moraes T, van Es SW, Hernández-Pinzón I, Kirschner GK, van der Wal F, da Silveira SR, Busscher-Lange J, Angenent GC, Moscou M, Immink RGH, et al (2022) The TCP transcription factor HvTB2 heterodimerizes with VRS5 and controls spike architecture in barley. Plant Reprod 35: 205–220 

Stadler LJ (1928) Mutations in Barley Induced by X-Rays and Radium. Science (80- ) 68: 186–187 

Szurman-Zubrzycka ME, Zbieszczyk J, Marzec M, Jelonek J, Chmielewska B, Kurowska MM, Krok M, Daszkowska-Golec A, Guzy-Wrobelska J, Gruszka D, et al (2018) HorTILLUS—A Rich and Renewable Source of Induced Mutations for Forward/Reverse Genetics and Pre-breeding Programs in Barley (Hordeum vulgare L.). Front Plant Sci 9: 216 

Taketa S, Amano S, Tsujino Y, Sato T, Saisho D, Kakeda K, Nomura M, Suzuki T, Matsumoto T, Sato K, et al (2008) Barley grain with adhering hulls is controlled by an ERF family transcription factor gene regulating a lipid biosynthesis pathway. Proc Natl Acad Sci U S A 105: 4062–4067 

Talamè V, Bovina R, Sanguineti MC, Tuberosa R, Lundqvist U, Salvi S (2008) TILLMore, a resource for the discovery of chemically induced mutants in barley. Plant Biotechnol J 6: 477–485 

Tavakol E, Okagaki R, Verderio G, Vahid SJ, Hussien A, Bilgic H, Scanlon MJ, Todt NR, Close TJ, Druka A, et al (2015) The barley Uniculme4 gene encodes a BLADE-ON-PETIOLE-like protein that controls tillering and leaf patterning. Plant Physiol. doi: 10.1104/pp.114.252882 

Ullrich, S. E (2011) Significance, Adaptation, Production, and Trade of Barley. In Steven E. Ullrich, ed, Barley Prod. Improv. Uses. Wiley-Blackwell, pp 3–13 

Wendt T, Holme I, Dockter C, Preu A, Thomas W, Druka A, Waugh R, Hansson M, Braumann I (2016) HvDep1 Is a Positive regulator of culm elongation and grain size in barley and impacts yield in an environment-dependent manner. PLoS One 11: 1–21.

Articolo tratto dagli atti del convegno organizzato dal MULSA 

"Gregor Mendel il mendelismo e la genetica agraria".

Laura Rossini

E' professore Ordinario di Genetica Agraria al Dipartimento di Scienze Agrarie e Ambientali - Produzione, Territorio, Agroenergia, UniMi.